红细胞溶血

2024-05-19

红细胞溶血（精选六篇）

红细胞溶血篇1

1 材料与方法

1.1 材料

2010年1月至9月份站本部和邹城采血点采血量和溶血报废的血浆数量及修改制备时间后站本部因溶血导致的血浆报废数量。每袋报废的血浆均按照国家质量标准进行鉴定，并由成分科人员提出报废申请，打印报废血液明细，质控科审核后给予报废。报废依据： (1) 经离心后肉眼观察呈红色； (2) 参照全血血浆游离血红蛋白含量<0.26g/L； (3) 不宜判断时，经二次离心后血浆仍为红色，标示溶血报废。站本部修改制备时间前全血均在采集后24h内

滤除白细胞，邹城采血点全血均在采集后36h后滤除白细胞，站本部修改制备时间后滤除白细胞也在血液采集后36h后。

1.2 方法

计算站本部（<24h组）和邹城采血点报废率（>36h组），比较站本部和邹城采血点以及站本部修改制备时间前后的报废率。

1.3 统计学方法

采用SPSS13.0统计软件包处理，所有数据以均数±标准差或百分率（%）表示，两样本均数的比较采用t检验，以P<0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 2010年1～9站本部和邹城采血点溶血原因血浆报废率均值比较，见表1。

2.2 站本部修改制备时间前后8d的溶血报废率比较，见表2。

3 讨论

全血在采集、制备、储存过程中很多因素均可导致红细胞损伤而导致溶血，致使血浆报废。

3.1 采血环境不理想，采血任务重：

采血车内温度较高或较低，储血冰箱容量不够，导致部分血液在室温下放置时间过长或血液存放过度挤压、部分血液贴壁，脱离冷链控制，造成红细胞损伤。采血车内要装有空调，进行温度调控，同时要根据储血冰箱容量决定采血量，以免造成部分血液在室温长时间放置，而脱离冷链控制。

3.2 保存、过滤、洗涤及其他处理过程中温度控制也是溶血的重要因素。

红细胞突然冰冻会发生溶解，如血液被储存在温度失控的冰箱内或未添加冷冻保护剂放在冰冻层。温度达到40℃时红细胞也会遭破坏。热合留样管道的热合机所产生的高热会致热损伤。热损伤的红细胞在采集、离心、成分分离时会破裂。血液运输时也可能意外冰冻。血液运输中必须确保保存温度在2～10℃。若献血者血浆中游离血红蛋白浓度出现异常，很可能是由于血液运输保存或采集时温度处理不当所致[1]。在血液采集、制备、运输和保存中，应注意冷链温度的控制，降低红细胞溶血发生率。

3.3 离心时间过长和离心力过大、离心温度过高或过低均可导致红细胞损伤而溶血。

因为离心、白细胞过滤过程会造成红细胞膜变形甚至破裂，从而使血液表现出溶血。血液经过长时间离心后，红细胞被挤压在一起也会发生变形。这时会出现圆盘边缘不规则凹凸的红细胞、椭圆形红细胞、棘球红细胞和刺球红细胞以及不等的红细胞碎片。在血液制备过程中，避免将装有血液的血袋反复振摇、挤压，确保连接血袋和滤器的管道完全伸开，滤器的初始化应采用自然重力，避免用外力强行将红细胞或全血通过少白细胞滤器。应注意冷链温度，避免高速离心 (>5000g×5min) ，严格按照国家操作规程进行操作，保证血液质量和临床输血的安全[2]。

3.4 献血员个体差异和不同厂家白细胞滤器质量差异亦可引起红细胞溶血。

采集血液时要对献血员信息进行核对和加强初筛，严禁献血员频繁献血和超量采血。

3.5 白细胞滤除前储存时间的长短亦是影响溶血发生率的主要原因。

随着储存时间的延长，在白细胞滤除过程中出现溶血的概率也随之增高，本文统计学分析结果显示：邹城采血点滤除白细胞是在血液采集后36h之后完成，站本部未修改制备时间前滤除白细胞在24h内完成，站本部和邹城采血点溶血原因血浆报废率均值比较，P<0.001；站本部修改制备时间前后8d溶血报废率比较，P<0.05，差异有统计学意义。储存时间的延长导致溶血的原因可能是血液经过冷藏后血细胞自然沉淀，在滤除白细胞时黏稠度增大而容易出现溶血现象。同时，在滤除白细胞过程中，红细胞发生变形运动，细胞膜脆性增大，约3h后，细胞形态尚可恢复，因此滤除白细胞后立即离心使尚未恢复形态的红细胞膜出现不可逆损伤，而导致大量溶血的出现。出现溶血报废率爆发性增高后，本站立即将制备修改时间为24h内制备，修改后报废率明显下降。因此笔者认为白细胞滤除前储存时间的长短亦是影响溶血发生率的主要原因。采集后的血液应尽可能在24h内完成白细胞滤除，同时滤除白细胞后应静置3h后再离心，使红细胞的形态和脆性改善，以降低红细胞的机械损伤，避免造成红细胞溶血，减少溶血报废率，保证血液质量和输血安全，减少不必要的血液报废。

参考文献

[1]张美萍, 田志彬, 陈书芳, 等.溶血导致血浆报废的原因分析[J].职业与健康, 2008, 24 (10) :996-997.

红细胞溶血篇2

【关键词】标本检测；溶血；乙肝表面抗原；ELISA

【中图分类号】R446.1 【文献标识码】B 【文章编号】1007-8231（2011）11-1877-01

乙肝表面抗原（HBsAg）检测是诊断乙型肝炎的主要指标，随着检验技术的不断发展酶联免疫法因其简便，灵敏度高，不需要特殊设备，被广泛应用，虽然检测时标本要求不能溶血，但是在实际工作中［1]，会遇到各种原因造成标本溶血，溶血标本中非特异性物质对试验结果会造成一定的影响。本文介绍溶血标本对HBsAg检测结果的影响。

1 资料和方法

1.1 一般资料

选择我院30例HBsAg（+）和30例HBsAg（—）临床资料作为研究对象，分别记为观察组及对照组，观察组男性19例，女性11例，年龄在19~56岁之间，平均35.5±4.4岁；对照组男性20例，女性10例，年齡在20~54岁之间，平均34.4±4.8岁。

1.2 方法酶联免疫试剂盒由浙江艾康生物技术有限公司提供，制备溶血标本，受检血清置于低温冰箱（—40℃）冷冻20min，取出融化以3000r/min离心10min，分离溶血血清。反应条每孔加入待检测标本50μl，设阴阳性对照各2孔，每孔加入阴性对照或阳性对照各1滴，设置空白对照1孔，每孔加入酶结合物1滴，空白对照除外，摇匀，封板，置于37℃避光孵化30min，弃孔内液体，洗板5次晾干，每孔加显色剂A、B各1低，置于37℃避光孵育15min，目测比色，肉眼观察无色为HBsAg（—），显蓝色为HBsAg（+）［2]。

1.3 统计学处理使用SPSS13．0对各项资料进行统计分析，各项参数以均值±标准差(x±s)表示，使用X2,t检验，P<0．05为差异有统计学意义。

2 结果

两组标本检测结果见表1

观察组两次检测均为（+），对照组非溶血检测为（-），溶血检测HBsAg（+）10例，HBsAg（-）20例。

3 讨论

用ELISA检测HBsAg有快速简便、特异性强、灵敏度高等优点，是各级实验室常用的试验方法，溶血标本应用ELISA法检测易产生假阳性，其原因可能为溶血血清中含有过氧化酶物质，红细胞或血红蛋白中亚铁血红素，HBsAg产生假阳性，溶血的原因较多［3]，主要是体外溶血及体内溶血两种，体内溶血是物理因素造成的，如人工心脏瓣膜或大血管手术后，生物因素如恶性疟疾、药物毒性反应引起的，体外溶血是代谢性因素如遗传性疾病引起血细胞脆性增加、机械性破坏、冷冻、血液接触表面活性剂等［4]。此外采集过程中注射器或容器不干燥、不清洁，淤血时间过久，抽血消毒时消毒剂未擦干就采集血液标本，出血速度过快等。

在本组患者中HBsAg（-）溶血患者出现10例假阳性，其原因可能为溶血血清中含有过氧化物酶物质，血红蛋白亚铁血红素、红细胞与聚乙烯孔被抗原或抗体结合［5]，在洗涤过程中不能完全被洗涤，谷胱甘肽等过氧化物酶有明显相关性，谷胱甘肽广泛存在于人体组织及细胞中，发生溶血时，过氧化物酶进入血浆，大量吸附在细胞碎片及纤维蛋白上［6]，增加了洗涤的难度，可使过氧化氢释放出原生态氧，催化底物，甲苯胺生产可溶性物质显色，易出现假阳性。检测一般采用一步检测法，往往难以洗脱残留的过氧化物酶催化底物四甲基联苯胺显蓝色，并产生假阳性，有研究表明对标本进行二部法检测［7]，首先将血清清洗掉，残留的过氧化物酶含量极微，温育过程中不会与酶结合物所含的抗体、抗原结合，经过两次洗涤，降低了残留的可能性，保证检测结果准确。溶血标本在临床检验中一般不进行检测，要求退回重新采集标本，增加了患者的痛苦，延长了检验时间。溶血标本能使未感染乙型肝炎病毒的健康患者出现假阳性，增加了临床诊断的困难［8]，同时也给患者带来很大的心理压力。为避免溶血对HBsAg检测结果的影响，要采取积极的预防措施，医务工作者熟练操作，避免人为因素导致溶血的发生，要从标本采集、检测过程、试剂选取、设备选取、检测方法的选择都要做要一丝不苟，龙宪和等采用二部法操作能排除溶血释放的Hb对HBsAg检测影响说明洗板质量指ELISA检测中有重要作用。对于乙肝表面抗原阳性的溶血标本，其结果一定要慎重，务必做好准确无误，否则会给患者带来极大的痛苦，造成精神压力。标本溶血后对HBsAg（+）检测结果无影响，但是会导致HBsAg（-）出现假阳性，溶血标本不宜进行HBsAg检测。

参考文献

［1］孙正伟，薛瑞贤，王键．酶联免疫法一步法检测乙肝表面抗原前带现象的初步探讨［J]．中华医学检验杂志，2009，2(1)：25．

［2] 张小洁，刘建芝．真空采血标本溶血原因分析及预防措施［J]．护士进修杂志，2008，16(3)：11．

［3] 许彬，朱虎定．酶联免疫法检测乙肝表面抗原影响因素的探讨［J]．临床检验杂志，2007，18(10)：20．

［4] 陆仁飞．溶血标本对乙型肝炎病毒表面抗原检测结果的影响［J]．检验医学与临床，2008，5(17)：1 065—1 066．

［5] 周峰，宋忠琴．不同程度的溶血标本和带血球标本对酶联免疫吸附试验一步法检测乙肝病毒血清标志物的影响［J]．实用医技杂志，2006，13(22)：3966—3967．

［6] 牛利茹，毕亚丽，李金伟．血标本溶血对检验结果的影响及防范对策［J]．临床误诊误治，2005，18(9)：691—692．

［7] 岳献荣，孟毓．酶联免疫吸附试验检测各环节中应注意的问题［J]．中国临床研究，2010，23(2)：150—151．

红细胞溶血篇3

1 材料与方法

1.1 CRBC悬液的配制

无菌条件下自鸡翼下静脉采血, 置于100 m L疫苗瓶中, 生理盐水洗涤3次。前两次均以1 500 r/min离心5 min, 弃上清液和界面的白细胞层。最后一次以2 000 r/min离心5 min, 连续2次, 直至红细胞压积值恒定, 按此值用生理盐水配成所需浓度的红细胞悬液。

1.2 免疫途径与程序

取昆明小鼠10只, 随机分为两组, 分别为试验A组及对照A组。试验A组腹腔多点注射用生理盐水稀释的CRBC悬液 (V∶V=3∶5) 进行免疫, 对照A组腹腔多点注射生理盐水, 方式为每次0.2 m L/只, 2 d短期间隔, 共免疫3次。于末次免疫后两周进行小鼠眼眶采血, 避免震动, 置4℃冰箱中过夜, 收集血清。

1.3 红细胞凝集法检测血清抗体效价

将分离到的血清先进行20倍稀释, 在96孔培养板中依次加入倍比稀释的待检血清100μL。每孔加入2%的CRBC悬液50μL, 充分混匀后, 静置0.5 h后观察结果, 以出现凝集血清的最高稀释倍数作为该血清的凝集效价。

1.4 CP免疫抑制小鼠血清溶血素的测定

1.4.1 免疫抑制模型的建立

将12只体重为30~35 g昆明小鼠随机分为2组, 每组6只, 分别为试验B组、对照B组。试验B组分别于试验的第1天、3天、5天、7天按100 mg/kg剂量腹腔注射CP;对照B组于试验的第1天、3天、5天、7天腹腔注射生理盐水1 m L。

1.4.2 CRBC免疫

试验第4天、6天、8天, 每只小鼠腹腔注射稀释的CRBC悬液0.2 m L进行免疫。

1.4.3血清溶血素的测定

第9天摘除小鼠眼球取血, 分离血清, 并用生理盐水稀释200倍, 取稀释血清1 m L与2%CRBC 0.5 m L混合, 冰浴, 每管加入1 m L经生理盐水1∶10稀释的豚鼠血清, 37℃恒温水浴, 保温10 min, 立即冰浴终止反应, 2 000 r/min离心10 min, 取上液1 m L, 放置10 min, 用分光光度计于540 nm比色, 测定OD值。

1.5 统计

应用SPSS 12.0统计软件进行配对样本的均数比较, 对数据进行分析处理。

2 结果

2.1 CRBC免疫诱导的血清溶血素效价

以CRBC短期间隔免疫的试验A组小鼠抗血清效价为1∶290.21, 而生理盐水对照A组的抗血清效价为1∶28.15, 两组差异显著 (P<0.01) 。

2.2 CP免疫抑制小鼠血清溶血素的测定 (见图1)

CP免疫抑制的试验B组的血浆溶血素OD值显著高于生理盐水对照B组, 两者差异极显著 (P<0.01) 。

3 讨论

绵羊红细胞 (sheep red blood cell, SBRC) 是动物试验体液免疫常用的红细胞性抗原, 但是绵羊做为试验动物在一般研究机构成本均较高, 用鸡红细胞作为红细胞抗原要比前者方便、经济的多。此外传统的溶血素测定方法中采用SBRC作为免疫源测定溶血素时, 需要采用都氏试剂作为溶血血红蛋白显色剂, 但是都氏试剂的重要组分氰化钾已经是实验研究中禁用化学物品。试验中利用鸡红细胞 (CRBC) 腹腔注射免疫小鼠可以获得良好的特异性抗体应答, 且CRBC法检测到CP诱导的免疫抑制小鼠血清溶血素的浓度显著升高, 表明CRBC可以作为实验室的RBC免疫源用于血清溶血素的测定。

红细胞溶血篇4

1 材料与方法

1.1 材料

Trizol Reagent(Invitrogen公司),Taq DNA聚合酶及缓冲系统、d NTP Mix(Fermentas公司),DNA Marker、RNasin(Ta Ka Ra公司),Rever Tra Ace-α-TM First Strand c DNA Synthesis Kit(TOYOBO公司),THP-1为人单核细胞株(BIOCHAIN公司),18∶1 LPA(1-oleoyl-sn-glycero-3-phosphate,Sigma-Aldrich公司),细胞核蛋白与细胞浆蛋白抽提试剂盒(碧云天公司),TNF-αELISA试剂盒(晶美生物公司)。

1.2 细胞培养及干预试验

THP-1细胞培养于含10%小牛血清的RPMI1640培养液中,37℃,5%二氧化碳下生长。THP-1为悬浮型生长,2~3 d换液,细胞生长至(4~6)×106/m L时及时传代。将THP-1细胞无血清培养过夜,以106密度接种于24孔培养版,分别给予LPA0.0、0.1、0.5、1.0、5.0和10.0μM组处理4 h后收集细胞,以RT-PCR法检测及TLR4 m RNA水平。提取细胞核蛋白以westernblot法检测NF-κB水平。

1.3 RT-P CR

以Trizol试剂提取细胞总RNA,按照说明书进行(Invitrogen,Cat:15596-026),将1μL(浓度按照1μg/μL计)总RNA反转录后行PCR。PCR扩增体系25μL,其中含2×PCR master mix 12.5μL,上、下游引物各0.75μL,c DNA模板(逆转录产物)1μL,以Biometra PCR仪(美国,UNOⅡ型)作热循环:预变性94℃3 min;循环:94℃45 s、54℃45 s、72℃45 s,共30循环。循环结束后72℃10 min。TLR4引物及内参GAPDH引物由Invitrogen公司合成,引物序列如下:TLR4上游:5'-AGACCTGTCC-CTGAACCCT-3',下游:5'-AAGCCTACCGTTG

TAAATC-3',扩增片断长度383 bp,GAPDH上游:5'-ACCACAGTCCATGCCATCAC-3',下游:5'-TCCA CCACCCTGTTGCTGTA-3'。扩增片断长度450 bp。取PCR产物各5μL在1.0%琼脂糖凝胶中电泳(120V恒压电泳45 min),应用Gel-Doc2000型全自动凝胶成像分析仪(Boi-Rad公司,美国)照相并测定每条带的光密度值,以GAPDH的表达量为内对照计算并比较各组样本TLR4的相对表达量。

1.4 核蛋白提取方法

参考试剂说明书,将细胞PBS洗1遍,离心收集细胞,吸尽上清液,留下细胞沉淀备用。每20μL细胞沉淀加入200μL添加了PMSF的细胞浆蛋白抽提试剂A。最高速剧烈涡旋5 s,把细胞沉淀完全悬浮并分散开。冰浴10~15 min。加入细胞浆蛋白抽提试剂B 10μL。最高速剧烈涡旋5 s,冰浴1 min。最高速剧烈涡旋5 s,4℃12 000 g离心5 min。去上清,加入50μL添加了PMSF的细胞核蛋白抽提试剂。最高速剧烈涡旋15~30 s,把细胞沉淀完全悬浮并分散开。然后放回冰浴中,每隔1、2 min再高速剧烈涡旋15~30 s,共30 min。4℃12 000 g离心10 min。立即吸取上清至一预冷的塑料管中,即为抽提得到的细胞核蛋白。蛋白浓度由BCA法检测。

1.5 蛋白印迹分析

取50μg蛋白样品与上样缓冲液变性行SDS-PAGE电泳,电泳条件为200 V。电泳完毕后进行转膜,电转完毕后将电转膜置于5%的脱脂奶粉中封闭,4℃过夜,以PBST漂洗膜2、3次,于加样槽中加入NF-κB p65抗体约1 m L(NF-κB p65 1∶300,GAPDH 1∶10 000),注意保证膜的所有部分同溶液接触,室温下于摇床孵育,PBST洗涤10 min,加入过氧化物酶标记的羊抗兔二抗(1∶1 000),每个加样槽中加入二抗1 m L左右室温下于摇床孵育1h,注意保证膜的所有部分同溶液接触。PBST洗涤后进行ECL底物化学发光,ECL试剂用前配制,暗室曝光5~30 s,照相。阳性条带以Gel pro4.0版凝胶光密度分析软件进行分析,测其IOD值,以GAPDH的表达量为内对照计算并比较各组样本的相对表达量。

1.6 TNF-α检测

采用酶联免疫吸附法(ELISA)检测,根据试剂盒说明操作,测定细胞上清液TNF-α反应终止后以酶标仪测定OD450,同时绘制标准曲线,并得出各样品浓度。

1.7 统计学处理

每组实验重复3次。数据以均数±标准差表示。各组间比较采用单因素方差分析(one-way ANOVA)。所有统计分析均用SPSS 16.0软件进行。

2 结果

2.1 LP A上调THP-1细胞TLR4 m RNA表达

不同浓度LPA刺激THP-1细胞4 h后,在LPA以剂量依赖方式诱导THP-1细胞TLR4 m RNA表达水增高,在LPA 1μM时表达最强,随后表达下降(LPA 0.0、0.1、0.5、1.0、5.0和10.0μM时,THP-1 TLR4 m RNA吸光度比值分别为(0.34±0.01)、(0.38±0.02)、(0.45±0.04)、(0.62±0.02)、(0.56±0.01)和(0.53±0.03),F=73.94,P=0.00。

2.2 LP A诱导THP-1细胞NF-κB p65活化

Western blot结果显示,不同浓度LPA刺激THP-1细胞4 h后,在LPA以剂量依赖方式激活NF-κB p65,核蛋白NF-κB p65表达水平增加,在1μM活性最强(LPA 0.0、0.1、0.5、1.0、5.0和10.0μM时,THP-1细胞核蛋白NF-κB p65吸光度比值分别为(0.25±0.01)、(0.31±0.01)、(0.43±0.01)、(0.58±0.02)、(0.45±0.02)和(0.44±0.02),F=179.05,P=0.00。

2.3 LP A刺激TNF-α分泌

不同浓度LPA刺激THP-1细胞4 h后,LPA1.0μM时,细胞上清液中TNF-α含量显著高于对照组(LPA 0.0μM),并以剂量依赖的方式在LPA1.0~10.0μM范围内持续升高。LPA 0.1、0.5μM组TNF-α含量与对照组差异无显著性。

3 讨论

炎症和免疫反应在AS的发生、发展过程中发挥着重要作用。ROSS等[8]指出,AS就是一种炎症性疾病。在不少的研究中发现,动脉粥样硬化斑中TLR4的表达显著提高,并证实正是通过TLR4信号转导途径的激活,导致一系列与AS相关的细胞因子、炎症因子、趋化因子等的合成与释放,加速了动脉粥样硬化的发生与发展。EDFELDT等[6]发现在动脉粥样硬化斑块中TLR4的表达显著提高,并证实正是通过TLR4的识别功能导致一系列与AS相关的细胞因子的合成与释放,人类血管内皮细胞以表达TLR4为主,尚有少量的TLR2;血管外膜的成纤维细胞有大量功能性TLR4,一旦活化能产生大量细胞因子。动脉粥样硬化斑块病变处的巨噬细胞和内皮细胞也检测到TLR4和TLR2的表达[4],TLR4被认为与人类动脉粥样硬化的关系最为密切。配体与TLR聚合活化后,激活丝裂原激活蛋白激酶(mitogenactivated protein kinase,MAPK)和NF-κB通路,启动受NF-κB调控的炎症因子转录[9]。NF-κB为1组转录调节因子,通常以二聚体形式与其抑制蛋白κB抑制蛋白(inhibitor ofκB,IκB)结合存在于细胞浆中。当细胞受到各种刺激(包括细胞因子、缺氧、病毒和细菌感染等)后,IκB磷酸化,从而使NF-κB活化,由胞浆转移到细胞核内,与基因操纵子的NF-κB特异性位点结合,启动基因转录。这样,TLR介导的信号诱导了编码促炎因子的基因大量表达。

ox-LDL是动脉粥样硬化始动因素之一,体外实验证实它能诱导巨噬细胞TLR4的上调,促进动脉壁TLR4依赖的炎症进程[10]。LPA是LDL致血管内皮病变的活性成分。现在的研究表明[11]:LDL的病理学作用主要可能是由于其中的溶血磷脂酸所导致的。LDL本身含有很少量溶血磷脂酸。在LDL温和氧化(mild oxidation)过程中产生较大量的溶血磷脂酸。它们接合在氧化低密度蛋白表面发挥作用。实际上溶血磷脂酸是LDL的活性部分。刘俊艳等[12]研究表明,大鼠粥样硬化斑块模型中,LPA、TNF-α和基质金属蛋白酶-9水平均显著升高。本研究发现LPA以剂量依赖的方式上调THP-1细胞TLR4m RNA表达水平,促进核蛋白NF-κB p65表达水平增加,并促进炎性因子TNF-α分泌。单核巨噬细胞是参与AS炎症反应主要炎性细胞之一,TNF-α来源于巨噬细胞,在促AS同时可引起血管平滑肌细胞凋亡。LPA具有促内皮损伤,增加细胞粘附和内皮素释放等作用,其可能作为血管壁炎性反应的主要启动因子,上调单核细胞TLR4表达,激活NF-κB p65,促进炎性因子TNF-α分泌,从而促进并参与AS进程。当TLR4与配体结合后,激活NF-κB并上调TNF等细胞因子的表达[13]。

红细胞溶血篇5

1 资料与方法

1.1 一般资料

选取2009年7月至2012年5月于我院诊治的新生儿溶血性黄疸198例, 诊断均符合王卫平的《儿科学》中新生儿溶血性黄疸诊断标准[1]。其中男112例, 女86例, 日龄2~28d。所有新生儿均于治疗前采集静脉血1m L置于抗凝管中, 摇匀, 待测。

1.2 方法

采用日本Symex公司生产的全自动血细胞分析仪 (型号为XT-1800i) 及配套的试剂。严格按照仪器规定操作程序行检测及手工分类。在小试管中加入100μL网织红染料 (由湖南怀化天骑公司生产) , 再加入已混匀的抗凝血100μL, 放置37℃环境中15~20min, 混匀后取约10μL已染色的血标本于玻片上并推成薄膜, 使其自然晾干后于油镜下检查, 计数1000个红细胞中的网织红细胞数目, 并换算为网织红细胞的绝对值, 所有标本均行2次测定。

2 结果

以 (40~79) ×109/L为正常值参考范围。198例新生儿溶血性黄疸的网织红细胞计数为 (6.9~184.0) ×109/L, 其中117例 (59.1%) 网织红细胞计数为 (6.9~39) ×109/L, 较正常值范围低;48例 (24.2%) 网织红细胞计数为 (40~79) ×109/L, 属正常范围;33例 (16.7%) 网织红细胞计数为 (79~184.0) ×109/L, 高于正常值范围, 在新生儿黄疸中占相当比例。

3 讨论

新生儿黄疸是新生儿常见的疾病, 由于胆红素代谢异常引起血中胆红素水平升高而出现于皮肤、黏膜及巩膜黄疸为特征的病症[4]。新生儿溶血性黄疸是引起新生儿病理性黄疸的重要疾病, 是指多种原因引起大量红细胞破坏, 造成血液中的间接胆红素异常增高。其中血型不合性溶血较为多见, 以ABO血型不合最常见, Rh血型不合较少见[5]。Rh溶血性黄疸较ABO溶血性黄疸发病更早、症状更重。新生儿溶血时, 母体的免疫抗体通过胎盘进入胎儿体内, 在胎儿单核-吞噬系统作用下, 引起胎儿出现血管外溶血, 造成血液中的间接胆红素异常增高。若不得到及时治疗, 血清胆红素进行性增高, 可引起部分间接胆红素于血脑屏障功能未健全时进入中枢神经系统, 造成脑损伤, 引起胆红素脑病, 危及新生儿生命, 遗留严重后遗症。故及早诊断溶血性黄疸具有重要临床意义。

有文献报道[6], 引起严重高胆红素血症的原因是对黄疸缺乏足够的认识, 故提高对新生儿溶血性黄疸的警惕, 对本病作出及时正确的诊断, 从而及早干预、治疗, 对提高新生儿生存质量具有重要意义。大量红细胞破坏后, 红细胞数量显著减少, 血红蛋白量也随之减少, 引起骨髓造血系统应急性增生, 较正常时活跃, 最终导致外周血中的网织红细胞数量增多。本文对198例新生儿溶血性黄疸进行外周血网织红细胞计数检测, 其中33例 (16.7%) 网织红细胞计数为 (79~184.0) ×109/L, 高于正常值范围, 在新生儿黄疸中占相当比例, 说明网织红细胞计数增高, 提示可能患有本病。故对新生儿黄疸的患儿, 临床需加强检测网织红细胞计数力度, 有利于及时诊断及治疗。

摘要：目的探讨新生儿溶血性黄疸和网织红细胞计数间的相关性。方法选取2009年7月至2012年5月于我院诊治的新生儿溶血性黄疸198例, 收集其临床资料, 并测定网织红细胞计数, 通过回顾性分析探讨新生儿溶血性黄疸和网织红细胞计数间的相关性。结果以 (4079) ×109/L为正常值参考范围。198例新生儿溶血性黄疸的网织红细胞计数为 (6.9184.0) ×109/L, 其中117例 (59.1%) 网织红细胞计数为 (6.939) ×109/L, 较正常值范围低;48例 (24.2%) 网织红细胞计数为 (4079) ×109/L, 属正常范围;33例 (16.7%) 网织红细胞计数为 (79184.0) ×109/L, 高于正常值范围, 在新生儿黄疸中占相当比例。结论新生儿溶血性黄疸有较高发生率, 网织红细胞计数偏高的黄疸患儿本病发病率较高, 应加强网织红细胞计数检测力度, 有利于及时诊断及治疗。

关键词：新生儿,溶血性黄疸,网织红细胞计数

参考文献

[1]王卫平.儿科学[M].高等教育出版社, 2008:96-100.

[2]宋红美, 曹学征.血清超敏C反应蛋白、前白蛋白在新生儿溶血性黄疸时的水平观察与分析[J].海南医学, 2010, 21 (2) :114-115.

[3]林秀兰, 林娜, 刘春芳, 等.黄连对广西地区G6PD缺乏新生儿溶血性黄疸影响的调查研究[J].中国中药杂志, 2007, 32 (23) :2543-2546.

[4]林志波.早期大剂量丙种球蛋白结合蓝光照射治疗新生儿ABO溶血性黄疸[J].海南医学院学报, 2009, 15 (3) :272-273.

[5]肖富明.外周动静脉双管同步换血治疗新生儿溶血性黄疸32例疗效分析[J].陕西医学杂志, 2011, 40 (8) :1039-1041.

红细胞溶血篇6

1资料与方法

1.1 临床资料

选取2008年1月-2010年6月我院心外科行风湿性心脏病瓣膜置换术患者177例, 其中男92例, 女85例;年龄25～69 (48.2±3.6) 岁。全部患者术前均经彩色多普勒超声心动图明确诊断, 其中二尖瓣中重度狭窄并 (或) 反流96例, 主动脉瓣中重度狭窄并 (或) 反流18例, 二尖瓣主动脉瓣联合病变29例, 合并三尖瓣中重度反流34例。所有可疑冠心病患者均行冠状动脉造影检查排除冠心病。

1.2 检验方法

患者术前、术后3d、5d和7d抽取静脉血, 即时分离血清, 分别进行CRP、红细胞沉降率和ASO测定。其中CRP和ASO测定采用免疫比浊法, 试剂来自北京利德曼生化技术有限公司, 仪器为OLYMPUSAU400全自动生化分析仪, 红细胞沉降率检测采用上海讯达生产的ESR-30检测仪检测。

1.3 统计学方法

计量资料以 $\bar{x} \pm s$ 表示, 组间比较用t检验;计数资料以率 (%) 表示, 组间比较用χ2检验。P<0.05为差异有统计学意义。

2结果

本组177例中, 术后发生感染21例占11.9%, 术前177例CRP水平为 (5.13±0.45) mg/L, 其中CRP水平升高 (>8.0mg/L) 者28例占15.8%, CRP正常149例占84.2%。感染者术前CRP升高百分率、术前及术后7d CRP水平高于未感染者, 差异均有统计学意义 (P<0.01) 。见表1。术前红细胞沉降率、ASO水平升高者术后感染率为56.25%明显高于术前正常者的3.33%, 差异均有统计学意义 (P<0.01) 。见表2。

注:与未感染者比较, *P<0.01

注:与红细胞沉降率、ASO正常者比较, *P<0.01;单一升高者予以排除

3讨论

风湿性心脏病是我国心脏瓣膜病中最常见的病因, 发病率较高, 其中发生二尖瓣及主动脉瓣病变者>50%, 病变晚期可累及多个瓣膜, 导致心力衰竭和重要脏器的功能改变, 手术病死率较高。瓣膜置换术是治疗瓣膜病变的有效手段[1]。

CRP是一种急性时相蛋白, 在细菌感染引发炎症、组织损伤和手术后其浓度显著升高, 是一种重要的炎性标志物[2]。本文发现177例患者术后发生感染的21例患者中, 其术前CRP水平明显高于未感染者 (P<0.01) ;且其术后7d CRP水平明显高于未感染者 (P<0.01) 。这说明当术前CRP水平增高时, 表明机体正处于急性感染期, 由炎性淋巴因子刺激肝脏和上皮细胞大量合成。当组织损伤或急性感染炎症进程开始后6～12h, 就可检测到CRP升高, 24～48h到达高峰[3]。当感染得到控制或消失时, CRP水平会迅速下降。如果术后7d其水平仍明显增高者预示着术后感染的存在, 因此笔者建议对术前CRP增高的患者应预防性的进行抗感染治疗, 对于术前CRP特别高的患者选择手术时机时应特别慎重。对于术后患者有必要动态监测CRP的浓度变化, 当术后5～7d其含量仍在上升而无明显下降者, 则可确定此时间患者已有合并术后感染的可能。同时本文还发现术前红细胞沉降率、ASO升高的患者术后感染率明显高于术前正常组 (P<0.01) , 红细胞沉降率和ASO的升高预示着该患者正处于风湿活动期, 风湿热患者心肌有不同程度的损伤, 因此建议原则上风湿活动期不宜手术, 应在风湿活动控制3～6个月后进行手术为宜。术前应常规检查红细胞沉降率、ASO和CRP等项目, 明确患者近期有无处于风湿活动期。