猪呼吸道感染

猪呼吸道感染（精选九篇）

猪呼吸道感染 篇1

1 发病情况及临床症状

2010年11月, 长乐某规模猪场 (饲养300头母猪) 开始出现约15.0%轻胎母猪流产、产死胎及产弱仔;45.0%哺乳仔猪体温升高 (40℃以上) 、精神沉郁、被毛粗乱、震颤、间歇性腹泻, 部分仔猪还伴有运动失调, 腹下皮肤、耳部出血、瘀血等, 约发病5 d后因脱水而死亡, 病死率20.0%左右, 死后其耳尖发蓝、四肢末端及腹下有出血点和瘀血斑。

2 病理变化

剖检5头濒死仔猪, 其病理变化主要表现为眼睑肿胀且周边发黑、发紫, 黏膜充血;淋巴结肿大、出血, 有的呈大理石样变;肺脏肉变、出血、充血;部分仔猪脾脏边缘有少量黑色坏死灶, 肾脏表面有针尖状出血点, 膀胱有出血点, 部分仔猪肠道有出血点。

3 实验室检查

3.1 细菌学检查

取患猪的脑、肝、脾、肾涂片, 革兰氏染色镜检, 未发现细菌。取上述病料组织接种于血液琼脂、普通琼脂培养基上培养72 h后, 未见细菌生长。

3.2 病毒学检查

取患猪的肺、脾、淋巴结和扁桃体等病料送福建省某猪病诊断实验室进行猪伪狂犬病、猪瘟、猪繁殖与呼吸道综合征、猪圆环病毒病等病的抗原检测。结果猪瘟病毒、经典猪繁殖与呼吸道综合征病毒检测均为阳性, 而猪伪狂犬病和猪圆环病毒病检测结果为阴性。

4 诊断

根据临床症状、病理变化及实验室检查结果等诊断该场主要为猪瘟与经典猪繁殖呼吸道综合征混合感染。

5 防治措施

5.1 紧急免疫

对全场轻胎母猪和哺乳小猪采用猪瘟脾淋苗进行猪瘟紧急免疫, 免疫剂量为:母猪4头份, 仔猪2头份;出生仔猪进行超前免疫, 免疫剂量为1头份。猪瘟紧急免疫7 d后, 对全场轻胎母猪用进口猪繁殖与呼吸道综合征疫苗进行免疫, 免疫剂量为1头份。

5.2 药物预防

为防止继发感染和有效增强猪群抵抗力, 在全场母猪饲料和饮水中添加黄芪多糖、抗生素及复合多维, 以增强疫苗免疫效果和猪群体质。

5.3 强化生物安全措施

隔离患猪, 扑杀发病严重猪。对病死猪尸体作无害化处理, 如对尸体进行集中焚烧、深埋, 同时加强环境、猪栏、过道、饲养用具及人员的消毒, 防止疫病传播。

5.4 定期检测疫苗免疫抗体

通过定期开展抗体检测, 及时了解疫苗免疫效果和调整疫苗免疫时间, 健全和完善免疫程序。

通过以上加强饲养管理、强化技术规范和提高综合防治等措施, 20 d后, 疫情得到有效控制。

6 讨论

1) 据笔者跟踪调查, 该场是一个十多年的养殖场, 种猪猪瘟带毒比较严重, 虽然近来常有个别非典型性猪瘟发生, 但并没有引起有关养殖人员的高度重视, 加上近期天气变冷, 猪群的抵抗力下降, 饲养管理等综合措施又未能跟上, 从而诱导此次疫情的暴发。

2) 目前, 猪群疾病发生已经越来越复杂, 尤其是免疫抑制性疾病的存在, 猪群一旦发病往往是有几种疫病混合感染。可见, 常规的临床诊断及防疫制度, 已不能行之有效地控制许多畜禽疫病的暴发与流行。如该场暴发的猪瘟与经典猪繁殖呼吸道综合征混合感染的临床症状极易与猪伪狂犬病、大肠杆菌病、单纯猪瘟相混淆。因此, 从单一临床症状及病理变化较难作出准确诊断, 应送有关实验室进行检查, 方能作出确诊, 并采取相应的有效防治措施, 减少疫病传播和经济损失。

猪呼吸道疾病综合征的防控策略 篇2

最近几年猪呼吸道疾病综合征（PRDC）的发病流行特点：a.发病日龄提前，以前PRDC又称“18周龄墙”，目前在保育期甚至哺乳仔猪已开始表现：打喷嚏、流鼻涕、泪斑、结膜炎、咳嗽、腹式呼吸等呼吸道感染症状，而往往最为严重的就是保育后期及育成前期。b.PRDC全年均有发生，在流感易发的秋季与春季发病较严重，夏季病例多见胃溃疡。c.多病原混合感染，传染速度快、范围广、病情严重。各生长阶段猪群生长不均匀，个体大小参差不齐，患猪表现消瘦毛长、皮肤苍白、拱背、腹式呼吸等症状。发病猪场的种猪群还可能出现母猪流产、早产、死产，返情率高等繁殖障碍现象。PRDC的现场诊断(一)传染因素1.临床准确地观察是确认疾病和进行疾病监控的基础，仔细掌握疾病的发病流行特点。2.对病、死猪的病理学研究：①剖检急性感染猪及慢性感染猪只：初步诊断原发及继发病原。②横向尸检：对各生产线，不同年龄段猪群抽检，通过病变和病原类别来确定主病因。3.结合血清学检测或病原学诊断：如发病日龄前后的PRRS-Ab水平，猪瘟抗原检测，伪狂犬病野毒基因检测，附红细胞体及衣原体检测等，协同诊断。(二)环境因素 猪舍设计及保温通风设备、猪舍内小气候环境，空气质量及灰尘。(三)管理因素 饲养密度及混养，生物安全措施的执行情况，日粮因素及害虫控制等。PRDC的综合防制措施(一)疫苗注射1.支原体(喘气病)疫苗：建议使用进口肺炎支原体苗，仔猪2周及4周龄免疫，各1头份/头。2.萎鼻疫苗：建议使用萎鼻疫苗在母猪产前7周、3周二次免疫，各2ml/头；11月至第二年4月，仔猪2周龄一次免疫。3.PRRS苗：使用要慎重，当保育期猪群并发细菌感染时，用PRRS疫苗预防更严重的疾病具有经济效益。但如果在疾病发生后好长时间再用疫苗于该日龄仔猪则无经济效益。4.伪狂犬疫苗用于生长期猪预防育肥猪的继发呼吸道感染具有经济效益，单或双基因缺失弱毒苗，8周及12周龄免疫，各1头份/头。5.自家组织灭活苗：当保育期猪群多病原并发感染，病情严重难以控制时用。(二)投药预防控制计划1.原则：a.针对支原体肺炎，预防重于治疗。b.所选药品应可以强化巨噬细胞功能，投药后肺组织浓度高。如：大环内脂类。c.重点阶段策略用药，母猪怀孕后期及哺乳期投药，降低垂直感染，保育阶段投药，降低水平感染及二次性感染。2.一般最常用药品：a.泰乐菌素110ppm(或配磺胺二甲嘧啶110ppm)b.泰妙菌素100-150ppm(或配金霉素300-400ppm)c.中草药添加剂3.建议用药阶段：①公猪、妊娠母猪及后备种猪：每月饲料加药1周或更长时间。②母猪：产前1周、产后1周及断奶后1周投喂治疗量加药料。③教槽料及保育料：投喂治疗量加药料。④13周龄及17周龄或保育转生长舍、生长舍转育肥舍后1周投喂加药饲料。⑤断奶后1周的仔猪，用泰妙菌素及阿莫西林100ppm饮水连用1周。⑥哺乳仔猪实行土霉素或磺胺药三针保健计划“3d、7d、21d”0.5ml/头。(三)饲养管理及环境改善1.尽量改变连续流动生产，采用全进全出制。同栋猪舍有多批猪群时，可用彩条布围隔成多个区域，每个区域放同一批猪。2.合理安排生产计划，降低猪群密度。3.保持良好通风环境：如改生长育肥舍原砖泥墙为铁栏墙。4.保温及维持正常温度：如热应激淋水降温；日夜温差大可调节双层通风帆布。5.减少应激因子：移栏、混养、换料、注射，减少使用刺激性大的消毒药(如过氧乙酸、氯制剂)。6.各阶段病猪清离现场，隔离治疗或淘汰。治疗可试用本场健康猪血清结合抗菌素。7.定期消毒：车辆、外来人员、猪舍及猪体消毒。

8.搞好卫生，灭鼠、灭蚊蝇。更多请访问http:///

猪呼吸道感染 篇3

【关键词】 慢性呼吸道感染； 反复下呼吸道感染； 呼吸道疾病

【中图分类号】R725.6 【文献标识码】B【文章编号】1004-4949（2015）02-0309-01

呼吸道疾病包括上、下呼吸道急、慢性炎症，呼吸道变态反应性疾病，胸膜疾病，呼吸道异物以及肺部肿瘤等[1] 。由于呼吸道疾病受患者年龄以及地域等因素影响较多，因此儿童以及北方的发病率更高[2] 。反复呼吸道感染指一年中频繁的发生上、下呼吸道感染，超出正常感染范围[3] 。反复呼吸道感染又由反复上呼吸道感染以及反复下呼吸道构成，反复下呼吸道感染指反复支气管炎以及反复肺炎。为获得慢性呼吸道感染同反复下呼吸道感染之间的联系，回顾性分析笔者所在医院2010年12月-2011年12月收治的83例慢性呼吸道感染合并反复下呼吸道感染患者的临床资料，患者主要表现为反复下呼吸道感染，未出现典型鼻部症状的慢性鼻炎、鼻窦炎以及咽喉炎现象，现将结果报道如下。

1 资料与方法

1.1 一般资料

选择2010年12月-2011年12月笔者所在医院收治的83例慢性呼吸道感染合并反复下呼吸道感染患者，主要表现为反复下呼吸道感染，未出现典型鼻部症状的慢性鼻炎、鼻窦炎以及咽喉炎现象，其中男47例，女36例，年龄6～44岁，平均24.6岁，患者的主要症状为：阵发性咳嗽以及咽痛，伴有不同程度鼻塞流涕，其中31例伴有发热、头疼以及喘息等症状，且程度不同；患者CR胸片報告显示：肺部纹理增多增粗、阴影模糊或呈斑片状，由此可诊断为支气管炎或肺炎。经过抗病毒、抗感染以及抗支原体治疗后，病情治愈或好转后，病情出现反复感染现象，发作次数均≥2次/年。

1.2 方法

慢性鼻炎：口服鼻炎康片，3次/d，2～4片/次，服用6盒为一个疗程，伯克纳鼻喷剂喷鼻，每个鼻孔一次100 μg，2次/d，亦可每个鼻孔一次50 μg，3～4次/d，每日总量低于400 μg，30 d为一疗程，连续使用2～3个疗程。慢性鼻窦炎：除上述治疗外，再给予头孢克洛或阿莫西林拉维酸钾，每次用量均为50～100 mg/（kg？d），均分3次口服，1次/d，7天为一疗程，连续服用3～4个疗程。慢性咽喉炎：口服阿奇霉素片，每日按12 mg/kg顿服，单日不得超过0.5 g，5 d为一疗程，服用1个疗程。

1.3 统计学处理

所得数据采用SPSS 17.0统计学软件进行处理，计量资料以均数±标准差（X±s）表示，采用t检验，计数资料采用字2检验，P<0.05为差异有统计学意义。

2 结果

治疗后全部患者复查鼻窦部，显示鼻窦部炎症吸收明显，咽喉部炎症已完全消除，治疗后复发次数显著低于治疗前（P<0.05）。

3 讨论

反复呼吸道感染是一种常见疾病，其中反复下呼吸道感染更为常见，反复下呼吸道感染不仅给患者生理上带来痛苦，由于疾病具有反复性，患者的心理也承受巨大压力。引发反复下呼吸道感染的因素众多，如缺乏微量元素、缺乏维生素、免疫力低以及先天性疾病等[5] 。笔者所在医院通过对83例患者的临床分析，同时结合文献，可知慢性鼻炎、鼻窦炎以及咽喉炎亦是引发反复下呼吸道感染的重要因素之一，因此治疗时应首先确定患者是否患有慢性呼吸道感染疾病，再给予相应的治疗。

本研究结果显示，治疗前所有患者下呼吸道感染的病情均发生反复现象，发作次数均≥2次/年，通过及时以及对症治疗后，反复下呼吸道感染情况得到好转，治疗后1年随访期间，20例没有出现反复感染情况，48例下呼吸道感染情况为1次/年，15例反复感染情况仍然≥2次/年，治疗后复发次数显著低于治疗前（P<0.05）。由此可知，及时治疗并且对症下药对慢性呼吸道感染合并反复下呼吸道感染的治疗效果十分显著，医生在救治前，应对患者进行详细的检查，查处病因，并根据病因对症下药。

综上所述，反复下呼吸道感染同慢性呼吸道感染（慢性鼻炎、鼻窦炎以及咽喉炎等）密切相关，积极预防、及时治疗以及降低病原可以抑制下呼吸道感染的侵袭，从而能够有效控制反复下呼吸道感染，相关临床应给予高度重视。

参考文献

[1] 黎艳.成人上呼吸道感染治疗前后的肺功能检查分析[J].医学信息，2013，7（3）：169-171.

[2] 许娜娜，许素彦，赵文申.ICU下呼吸道感染者病原菌分布及耐药性分析[J].国际检验医学杂志，2013，34（6）：754-756.

猪呼吸道感染 篇4

1 试验药物及动物

2.5%甲磺酸达氟沙星注射剂, 每毫升含达氟沙星25 mg;2.5%恩诺沙星注射剂。试验动物为60日龄以内发病猪200余头。

2 试验方法

2.1 试验一:对猪大肠杆菌自然感染的治疗试验

(1) 动物选择。试验选取出生后60日龄以内的有腹泻症状的乳、仔猪, 并逐窝逐头取新鲜粪便进行细菌分离培养和细菌学鉴定, 确定为肠型大肠杆菌感染的乳、仔猪可做为试验动物。

(2) 动物分组:从感染肠型大肠杆菌的猪群按窝分成5组, 每组20～23头。其中3个达氟沙星注射剂组, 1个对照药物组和1个阳性对照组。即:低剂量组注射达氟沙星0.75 mg;中剂量组注射达氟沙星1.25 mg;高剂量组注射达氟沙星2.5 mg;对照药物组注射2.5%恩诺沙星0.1 m L;阳性对照组不给药。

(3) 各治疗组给药方法。治疗组猪分别肌注受试药物或对照药物, 每日1次, 连续给药3 d。

(4) 细菌学检查。给药后从各组中抽取5头猪, 标记并进行细菌学跟踪检查, 每天采集新鲜粪便1次, 进行细菌分离、鉴定, 连续检查5 d。

(5) 临床观察。仔细观察和记录各组猪注射部位的刺激症状、临床变化和死亡情况, 对死亡猪进行剖检, 并取小肠内容物进行分离培养。

(6) 称重。于给药前及试验结束时分别对各组猪进行称重, 以对照药物组猪的平均增重计为100%, 计算各组猪的相对增重率。

(7) 药效评价。计算达氟沙星注射剂治疗组的药物有效率, 与对照组比较。

3.2 试验二:对猪呼吸道自然感染的治疗试验

(1) 动物选择。试验选取出生后60日龄以内有呼吸症状的乳猪, 并逐窝逐头取新鲜鼻腔分泌物进行细菌分离培养和细菌学鉴定, 确定为支原体和多杀性巴氏杆菌感染的猪为试验动物。

(2) 动物分组。从自然感染支原体和多杀性巴氏杆菌的猪群中按窝分成5组, 每组22～23头。其中3个达氟沙星注射剂组, 1个对照药物组和1个阳性对照组。即:低剂量组注射达氟沙星0.75 mg;中剂量组注射达氟沙星1.25 mg;高剂量组注射达氟沙星2.5 mg;对照药物组注射2.5%恩诺沙星注射剂0.1 m L;阳性对照组不给药。

(3) 各治疗组给药方法。治疗组猪分别肌注受试药物或对照药物, 每日1次, 连续给药3 d。

(4) 细菌学检查。给药后, 从各组中抽取5头猪, 标记并进行细菌学跟踪检查, 每天采集鼻腔分泌物1次, 进行细菌分离、鉴定, 连续检查5 d。

(5) 临床观察。仔细观察和记录各组猪注射部位的刺激症状、临床变化和死亡情况, 对死亡猪进行剖检, 并取鼻腔分泌物进行分离培养。

(6) 称重。于给药前及试验结束时对各组猪进行称重, 以对照药物组猪的平均增重计为100%, 计算各组猪的相对增重率。

(7) 药效评价。计算达氟沙星注射剂治疗组的药物有效率, 与对照组比较。

4 结果与分析

试验一:各组猪的发病情况见表1。各组猪的死亡情况及10 d内的增重情况见表2。

从表1可见, 第一次给药后, 除低剂量组外, 其他各给药组的发病症状明显好转, 个别猪开始采食或食量增加, 到第二天发病症状明显减轻, 发病率明显降低, 而低剂量组到第三天发病症状明显好转, 阳性对照组猪的病症进一步加重, 并相继出现死亡。受试药物各组的注射部位有轻微的刺激症状, 到第2天自行恢复。

从表2可见, 各给药组无死亡情况, 其中高、中剂量组和对照药物组的死亡率为0, 低剂量组的死亡率为9.5%。试验结束后 (10 d) , 各给药组猪的相对增重率均高于阳性对照组。

试验二:各组猪的发病情况见表3。各组猪的死亡情况及14 d的增重情况见表4。

从表3可见, 第一次给药一天后, 除低剂量组外, 其他各给药组猪的发病症状明显减轻, 发病率开始明显降低, 高、中剂量组的治疗效果明显优于对照药物组, 而阳性对照组猪的病症未减轻, 有的进一步加重, 发病率未降低。受试药物组的注射部位有轻微的刺激症状, 主要表现稍有肿胀, 到第2～3 d自行恢复。

从表4可见, 各给药组的死亡率明显低于阳性对照组, 其中高、中剂量组猪的死亡率为0, 其次是对照药物组和低剂量组。试验结束时 (14 d) 各给药组猪的相对增重率均高于阳性对照组。

细菌学检查, 从第一次给药开始, 每天取鼻腔内分泌物进行细菌分离鉴定。经检查, 于第一次给药后第2天各给药组猪的鼻内分泌物中仍能分离到支原体和多杀性巴氏杆菌;于第一次给药后第5 d, 除低剂量组有2头猪从鼻腔内分泌物中能分离病菌外, 其余未分离到病菌。而阳性对照组100%的猪能分离到病菌。

对试验期间死亡的猪进行剖检, 发现均出现肺部病变, 取病料片检查和分离鉴定, 均发现有病菌存在。

5 小结

猪呼吸道感染 篇5

1 材料与方法

1.1 材料

(1) 受试药物:2.5%甲磺酸达氟沙星注射剂, 含达氟沙星25mg/ml。 (2) 对照药物:2.5%恩诺沙星注射剂。 (3) 动物:猪60日龄以内发病猪, 200余头。 (4) 试剂:各种培养基, 细菌学检查用和各种试剂, 抗血清等。 (5) 器材:微生物分离、培养、鉴定用器材、显微镜及猪舍设备等。 (6) 饲料:猪全价配合饲料 (不含任何抗菌药物) 。

1.2 方法

1.2.1 试验一

(1) 动物选择:试验选择取出生后60日龄以内的有腹泻症状的乳、仔猪, 并逐窝逐头取新鲜粪便进行细菌分离培养, 并进行细菌学鉴定, 确定为肠型大肠杆菌感染的乳、仔猪可视为试验动物, 并详细记录病猪发病症状。 (2) 动物分组:从感染肠型大肠杆菌的猪群按窝分成5组, 每组20~23头。其中3个达氟沙星注射剂组, 1个对照药物组和1个阳性对照组。即低剂量组, 注射达氟沙星0.75mg/kg体重;中剂量组注射达氟沙星1.25mg/kg体重;高剂量组注射达氟沙星2.5mg/kg体重;对照药物组注射2.5%恩诺沙星注射剂0.1ml/kg体重;阳性对照组 (不给药组) 。 (3) 给药:治疗组猪分别肌注受试药物或对照药物, 1次/d, 连续给药3d。 (4) 细菌学检查:给药后, 从各组中抽取5头猪, 标记并进行细菌学跟踪检查, 每天采集新鲜粪便1次, 进行细菌分离、鉴定, 此项检查连续进行5d。 (5) 临床观察:仔细观察和记录各组猪注射部位的刺激症状、临床变化和死亡情况, 对死亡猪进行剖检, 并取小肠内容物进行分离培养。 (6) 称重:于给药前称各组猪的体重, 试验结束时再称各组猪的体重, 以对照药物组猪的平均增重计为100%, 计算各组猪的相对增重率。 (7) 药效评价:计算达氟沙星注射剂治疗组的药物有效率, 与对照组比较。

1.2.2 试验二

重复试验一动物选择、各治疗组给药、细菌学检查、临床观察、称重、药效评价完全同试验一。

2 结果

2.1 试验一

自然感染乳、仔猪 (3~15kg) 的发病症状主要表现为:精神萎糜、严重腹泻, 稀便从肛门沿会阴下滴, 脱水, 体温升高, 食欲不振或绝食, 从肛门取粪便进行细菌学分离鉴定, 均为致病性大肠杆菌感染。各组猪的发病情况见表1。从表1可见, 第1次给药后, 除低剂量组外, 其它各给药组的发病症状明显后转, 个别猪开始采食或食量增加, 到第2天发病症状明显减轻, 发病率明显降低, 而低剂量组到第3天发病症状明显好转, 阳性对照组猪的病症进一步加重, 并相继出现死亡。受试药物各组的注射部位有轻微的刺激症状, 第2天自行恢复。各组猪的死亡情况及10d内的增重情况见表1、2。从表1、2可见, 各给药组的死亡率均明显低于阳性对照组, 其中高、中剂量组和对照药物组的死亡率为0, 低剂量组的死亡率为9.5%。试验结束后 (10d) , 各给药组猪的相对增重率均高于阳性对照组。

(%)

(头、%)

细菌学检查, 从第1次给药开始, 每天从肛门取粪便进行细菌学分离鉴定, 各给药组到第5天, 均未能分离到致病性大肠杆菌, 而阳性对照组100%的猪均能分离到致病菌。对死亡的猪进行剖检, 发现均出现胃肠道严重病变, 取病料涂片检查和分离鉴定, 均有致病性大肠杆菌。

2.2 试验二

自然感染细菌性呼吸道病症的猪 (体重11~26kg) 出现了程度不同的病症:体温升高到40.5~42.6℃, 精神沉郁, 食欲不振, 约80%以上病猪咳嗽, 有的猪从鼻腔中流出粘性分泌物, 约80%病猪出现不同程度的呼吸困难。取鼻腔内分泌物进行细菌学分离鉴定。经鉴定, 65%病猪为支原体感染, 35%病猪为支原体和多杀性巴氏杆菌混合感染。各组猪的发病情况见表3。从表3可见, 第1次给药1d后, 除低剂量组外, 其它各给药组猪的发病症状明显减轻, 发病率开始明显降低, 高、中剂量组的治疗效果明显优于对照药物组, 而阳性对照组猪的病症未减轻, 有的进一步加重, 发病率未降低。受试药物组的注射部位有轻微的刺激症状, 主要表现稍有肿胀, 到第2~3天自行恢复。各组猪的死亡情况及14d的增重情况见表4。从表4可见, 各给药组的死亡率明显低于阳性对照组, 其中高、中剂量组猪的死亡率为0, 其次是对照药物组和低剂量组。试验结束时 (14d) 各给药组猪的相对增重率均高于阳性对照组。

(%)

(头、%)

细菌学检查, 从第1次给药开始, 每天取鼻腔内分泌物进行细菌分离鉴定。经检查, 于第1次给药后第2天各给药组猪的鼻内分泌物中仍牟分离到支原体和多杀性巴氏杆菌;于第1次给药后第5天, 除低剂量组有2头猪从鼻腔内分泌物中能分离病菌外, 其余未分离到病菌。而阳性对照组100%的猪能分离到病菌。对试验期间死亡的猪进行剖检, 发现均出现肺部病变, 取病料片检查和分离鉴定, 均发现有病菌存在。

3 结论

供试验的甲磺酸达氟沙星在体内对猪大肠杆菌和呼吸道自然感染有显著疗效, 统计分析表明, 低、中、高3个剂量的达氟沙星与恩诺沙星的死亡率均显著低于阳性对照组, 较好的提高感染猪的成活率, 其中以中、高剂量的效果最好, 低剂量与恩诺沙星的疗效相当。另据报道, 达氟沙星对畜禽支原体及多种病原菌有极强的抗菌活性, 具有广谱、高效的特点, 且在呼吸道中的浓度显著高于其它组织和血液, 而恩诺沙星是目前临床公认治疗大肠杆菌和呼吸道病的优秀品种, 说明该药对畜禽疾病防治, 尤其是大肠杆菌和呼吸道疾病防治方面具有很好的开发前景, 具有很好的推广价值。对于当今细菌抗药性菌株不断出现, 达氟沙星为治疗这类病症提供了一种新方法。但应正确使用达氟沙星, 以免引起新的抗药性, 根据试验结果建议临床用药时, 猪1.25mg/kg体重, 连用3d, 重症感染者可增到2.5mg。

摘要：试验一将60日龄以内发病猪100余头, 经临床诊断和细菌学鉴定, 确定为大肠杆菌自然感染, 随机分组。分别肌注0.75、1.25、2.5mg/kg体重的达氟沙星, 2.5mg的恩诺沙星, 并设立阳性对照组, 结果各试验组的死亡率分别为0、0、9.5%、0, 阳性对照组死亡率为60%;试验二重复试验一, 结果各试验组的死亡率分别为0、0、13.6%、18%, 阳性对照组死亡率为45%。达氟沙星对猪大肠杆菌和呼吸道自然感染的治疗表明, 显著降低猪死亡率, 疗效优于恩诺沙星。

猪呼吸道感染 篇6

1 发病情况、临床症状和病理变化

2001年4月26日, 该场部分保育猪和育肥猪开始出现精神沉郁、食欲减退, 伏地嗜睡等症状, 在饮水中添加阿莫西林后病情仍未好转, 至5月1日有80%的保育猪和育肥猪表现为精神沉郁、伏地嗜睡、皮肤潮红, 体温升高至41~42℃, 呼吸困难, 后肢麻痹。部分病猪还出现水样腹泻或便秘, 眼睑水肿、眼结膜有脓性分泌物, 病猪开始陆续死亡;至5月10日共有近60%的保育猪和育肥猪死亡。对濒死猪进行病理解剖, 外观可见被毛松乱、耳尖、腹下和四肢末端发绀, 剖检见大部分猪的淋巴结出现水肿、出血, 呈大理石样;肺水肿、呈红色肉变, 肺间质增宽。部分猪的脾肿大、边缘有黑色梗死灶;肾、扁桃体、膀胱粘膜、胃粘膜和心外膜有少量针尖大的出血点。

2 实验室检查

2.1 细菌检查

无菌取剖检猪的脾、淋巴结和肺接种于营养琼脂培养基和血琼脂培养基上, 培养24h, 未见细菌生长。

2.2 附红细胞体检查

取剖检猪的血液抹片, 瑞氏染色, 普通光学显微镜下见红细胞形态正常, 未观察到附红细胞体。

2.3 猪繁殖与呼吸综合症病毒、猪瘟病毒和猪圆环病毒2型的检查

无菌采取剖检猪的肺、脾和腹股沟浅淋巴结送广西动物疫病预防控制中心进行猪繁殖与呼吸综合症病毒、猪瘟病毒和猪圆环病毒2型的病原检测。PCR结果表明猪繁殖与呼吸综合症病毒和猪瘟病毒阳性, 猪圆环病毒2型阴性。

2.4 猪瘟病毒抗体的检查

分离病猪血清, 送广西动物疫病预防控制中心进行猪瘟病毒抗体的检测。间接血凝抑制试验结果表明送检的大部分血清样本为猪瘟病毒抗体阴性。

3 诊断

根据发病猪的临床症状、病理剖检和实验室检查诊断该猪场为猪繁殖与呼吸综合症病毒和猪瘟病毒的混合感染。

4 防治措施

保持猪舍干燥和清洁, 病猪原栏饲养、不移动, 减少应激反应。调整猪群的日粮营养水平, 饲喂高能量饲料、青绿饲料, 注意氨基酸平衡, 提高维生素含量5~10% (其中维生素E可提高100%, 生物素可提高50%) 和微量元素5~10%。在饲料和饮水中添加强力霉素、黄芪多糖、电解多维和葡萄糖, 预防细菌性疾病的继发和提高机体免疫力。待猪群疫情稳定后, 对猪场全群猪进行猪瘟的紧急免疫, 每头猪肌肉注射猪瘟脾淋弱毒苗2头份。

5 讨论

猪繁殖与呼吸综合症病毒是一种免疫抑制性病毒[1], 它主要侵害猪的肺泡巨噬细胞, 引起肺泡巨噬细胞的凋亡, 导致感染猪的免疫力下降和对应激的敏感性增加[2]。李华等的研究表明, 猪繁殖与呼吸综合症病毒的感染可以抑制猪瘟疫苗免疫应答的产生, 造成猪瘟的免疫失败[3]。本次发病猪场在仔猪断奶前已经进行了猪瘟疫苗的免疫, 但是对发病猪的猪瘟病毒抗体检测表明大部分的保育猪和肥育猪的猪瘟病毒抗体为阴性。因此, 我们推测本次疫情爆发的原因是猪场存在着猪繁殖与呼吸综合症病毒的感染, 感染猪的巨噬细胞系统受到损害, 导致猪瘟疫苗免疫时, 不能产生有效的猪瘟病毒抗体。本次发病时间正值天气冷热交替, 早晚温差较大, 饲养管理不善很容易造成猪体的抵抗力下降, 从而引起猪瘟的爆发。由于现在仍无有效的疫苗用于猪繁殖与呼吸综合症病毒的免疫, 因此, 在当前猪繁殖与呼吸综合症病毒流行的大环境下, 猪场应加强饲养管理、降低猪群饲养密度, 尽量减少应激的发生。在猪瘟疫苗免疫后应定期对猪瘟病毒抗体进行监测, 不能因为进行了猪瘟疫苗的免疫就忽视了对猪瘟病毒的预防。

参考文献

[1]戴杰.猪繁殖与呼吸综合症病毒引发的免疫抑制[J].内蒙古畜牧科学, 2002, 4:15～18

[2]李华, 杨汉春, 郭玉璞.猪繁殖与呼吸综合症病毒 (PRRSV) 感染的免疫学研究进展[J].中国兽医杂志, 1999, 9:40～42

猪呼吸道感染 篇7

1 猪场情况

该猪场母猪、仔猪和肥育猪分舍饲养, 总存栏900多头, 其中母猪72头, 哺乳仔猪380多头, 育肥猪380头, 可出栏肥猪95头。免疫情况是根据预先制定的免疫程序分批免疫, 在28~30日龄猪瘟一免2头份/头;35日龄注射猪丹肺二联苗, 65日龄猪瘟二免2头份/头;100~110日龄注射猪口蹄疫疫苗3~4m L/头, 从未免疫PRRS疫苗。猪场无围墙, 猪舍间距仅1米左右, 场内猪舍面积小, 育肥猪饲料密度过高, 猪栏棚顶都是水泥瓦, 热天温度高, 冬季温度低, 消毒设施不齐全, 平时对外来人员进出没有防范措施。

2 发病情况

发病猪为150~170日龄、体重约70~90kg的育肥猪。最先是发现育肥猪舍的一栏有几头猪不食, 畜主将发病栏中的健康猪转到另外栏舍, 几天以后, 该两栏猪全部发病, 并逐渐蔓延到整栋猪舍。育肥舍的19个栏中有15个栏的150多头猪全部发病。5天共死亡80多头。治疗用药有抗生素、抗病毒药、中药等 (包括磺胺间甲氧嘧啶、头孢噻呋、强力四环磺胺, 板兰根注射液) , 用药初期, 病情略缓, 之后, 用药效果不明显。经走访调查, 该场在2007年年底从外地买入一批仔猪发生过全身皮肤发红、无名高热的传染病, 未确诊未曾消除隐患, 是导致猪场疫病的主要原因。

3 临床症状

病猪体温40.5℃~41℃, 呈稽留热, , 嗜睡、厌食、甚至废绝、眼结膜潮红, 皮毛粗糙、全身皮肤发红, 病猪的下腹部、耳朵、四肢末端出现发绀现象, 咳嗽、呼吸困难, 多呈腹式呼吸。母猪早产、流产、木乃伊胎, 个别病猪神经症状, 病猪逐渐消瘦, 眼睛凹陷。多数病猪腹泻, 肛门周围甚至后半身沾满黄绿色粘稠稀便、有恶臭味, 个别猪便秘, 后因心脏衰竭而死亡。急性死亡猪全身发紫, 鼻腔流出血沫状分泌物。

4 剖检症状

共剖检12头病猪和病死猪, 多数猪肺脏呈现间质性肺炎, 可见极明显肺渗出, 肺水肿或肺出血, 支气管充血有粘液, 胸积水、心包液和腹水均增多。猪只全身淋巴结剖面肿大出血, 呈大理石样, 尤其以腹股沟、肠系膜淋巴结肿胀严重, 肾有点状出血, 胰脏、扁桃体肿大, 脾肿大边缘有梗死灶, 喉头粘膜、心外膜和胃肠浆膜有出血点。发病时间较长的猪只结肠回盲瓣处可见纽扣状溃疡。5头组织样品送湖南省疾病控制中心做病原检测。

5 PCR检测

用PRRSV、CSFV共2对引物分别对采集的5份病死猪的脏器悬液进行扩增, 结果两对引物都扩增出了目的片段, PRRSV扩增片段大小约为476BP, CSFV扩增片段大小为190BP, 如图1所示。

6 治疗措施

根据该猪群流行病学、临床症状、剖检症状, 实验室诊断结果为猪繁殖和呼吸综合征与猪瘟混合感染。本案采取综合防制措施:

6.1 全群预防用药

用抗生素和抗病毒药进行预防, 在饲料中添加“加康”500g/吨、强力霉素300g/吨、枝原净 (80%) 150g/吨混料, 急救蛋白每50kg/支, 饮水中加中药, 连续使用一个月。中药配方为黄莲、黄柏、黄琴、杜仲、伏苓、枳壳、陈皮、厚朴、川芎、银花、甘草各30克。

6.2 做好紧急免疫工作

进行了猪瘟的紧急免疫, 先从健康猪开始, 然后到病猪都进行免疫, 仔猪接种2头份、大猪接种3头份。健康种猪和仔猪全部接种哈尔滨兽医研究所的PRRS灭活疫苗, 健康猪注射自家苗, 防止疫情扩散。

6.3 采取消毒、隔离、扑杀措施

消毒药物有复合醛、消毒威、百毒杀、聚维酮碘等, 不同制剂的消毒药交替使用, 带猪消毒, 对场舍周边环境、过道、设备、地面采用强碱2%~5%的烧碱进行消毒24小时。做好病猪和健康猪的隔离, 对病情严重的病猪进行淘汰、扑杀、深埋无害化处理, 消灭传染源, 并防止疫情的扩散。

7 讨论

由于PRRSV感染单核细胞及巨噬细胞, 易造成猪的免疫抑制, 会干扰猪瘟抗体的产生和维持[1], 因此没有PRRS病症的猪场要事前做好猪瘟的免疫并防止引进病猪, 尤其是PRRS病阳性场, 猪瘟的免疫一定要严格遵循程序, 以保证猪瘟抗体的保护和维持, 本案中采取猪瘟疫苗紧急免疫疫情得到控制也证实了加强猪瘟免疫是控制猪蓝耳进一步扩散的有力措施[2]。本疫情可能原因是引入带毒仔猪且引进时无法进行严格的猪源挑选、隔离和检疫, 在猪群应激情况下造成了病毒扩散和循环。因此扩大养猪生产规模时应循序渐进, 坚持自繁自养原则。小型猪场和个体专业户也应尽量减少从有PRRS猪场购仔猪, 对引进猪要进行隔离, 分群或合群饲养前要确定猪的健康状况。感染PRRS和猪瘟病毒的猪群, 常伴有细菌性疾病继发感染[3]。因此在发病早期除病毒检测外还要做细菌培养和药敏试验, 针对性用抗生素治疗, 精心饲养管理, 减少群养密度等。为杜绝病原在猪场反复多次流行, 不仅要隔离病猪与健康猪, 它们的饲养人员也要分开, 并进行严格消毒。

摘要：2008年8月, 邵东县某猪场发生一起以呼吸困难、耳部发绀和体温高热稽留为主要特点的传染病, 根据发病猪的临床症状、病理剖检和PCR检测, 诊断为猪繁殖与呼吸障碍综合症病毒与猪瘟病毒的混合感染。采取中药、加强免疫和注射自家苗等综合措施, 疫情得到控制。

关键词：猪繁殖和呼吸综合症病毒,猪瘟病毒,临床症状,病理剖检,PCR检测

参考文献

[1]陆承平.兽医微生物学 (第三版) [M].北京:中国农业出版社, 2001:554~572.

[2]郭劲松.猪繁殖和呼吸综合征混合感染猪瘟的临床诊断和防制[J].中国动物检疫, 2006 (6) :94~96.

猪呼吸道感染 篇8

1 发病情况

该发病猪场属于中小型的养猪场, 年出栏量在870只左右, 2013年2月下旬, 该病开始从繁殖母猪开始发病, 整个发病过程中总计有79头母猪发病, 发病率在10%以下。因患病导致流产的母猪有13窝, 其中34头母猪产生的仔猪在1天内死亡, 另有部分母猪产下死胎。中猪和大猪个别也有发病现象, 发病猪16头, 死亡7头, 病死率占43.7%。在该次大规模发病之后的1个月内, 有12头母猪出现了流产现象, 母猪产死胎、木乃伊胎现象也有所增加。

2 临床症状

病猪精神萎顿、不愿站立, 食欲减退或废绝, 体温升高, 40~42℃, 病猪呼吸加快, 呈腹式呼吸, 个别病猪呼吸极度困难, 呈犬坐式呼吸。患猪的双耳、腹下、乳头、外阴皮肤呈蓝紫色, 便秘, 眼结膜潮红, 有浆液性鼻液。少部分病猪出现神经症状, 如四肢共济失调、后肢麻痹、侧卧时四肢做游泳状。

3 病理变化

对已死亡病猪进行解剖, 病死仔猪呈败血症病变。鼻腔有暗红色血液流出, 全身淋巴结充血、肿大、心包积液, 肺表面散在许多灰黑色半透明大病灶, 脾肿大, 为正常的1~3倍, 呈蓝紫色, 柔软易碎, 边缘见有黑色梗死, 肾轻度肿大、充血和出血, 肝轻度肿大, 小肠粘膜充血。

4 实验室诊断

(1) 染色镜检取病死仔猪的肝、脾、淋巴结等组织抹片, 革兰氏染色, 镜检, 可见革兰氏阳性单个、成对或短链排列的球菌。

(2) 分离培养将病死仔猪的肝脏、脾脏等病料接种于鲜血琼脂平板上, 37℃培养24h, 可见鲜血琼脂平板长出无色、透明、溶血环的露珠状菌落。取菌落涂片, 革兰氏染色, 镜检, 见有多数散在的或成双、短链排列的革兰氏阳性球菌。

(3) 动物接种无菌采集病死仔猪的肝脏、脾脏等病料, 剪碎研磨成糊状, 按1∶10的比例加入生理盐水摇匀, 取混悬液1ml皮下接种家兔, 接种38h死亡。取死兔心血涂片, 革兰氏染色, 镜检, 可见大量单个、成双或3~8个以上呈短链状排列的革兰氏阳性球菌。

(4) 药敏试验结果表明, 该菌对强力霉素、青霉素、链霉素、磺胺甲恶唑高度敏感, 对庆大霉素、卡那霉素、土霉素不敏感。

(5) 采取病死猪的肺、肾、脾、淋巴结等病变器官, 应用聚合酶链反应 (PCR) 检测病原, 结果猪繁殖和呼吸综合症 (PRRSV) 为阳性, 猪瘟 (HCV) 、猪圆环病毒 (PCV) 、猪伪狂犬病毒 (PRV) 、猪流感病毒 (SIV) 都为阴性。

(6) 采集20份发病猪的血清样本, 采用美国IDEXX生产的PRRS病毒抗体ELISA试剂盒诊断, 17份血清PRRS抗体为阳性。

5 诊断

根据该猪群流行病学、临床症状、病理变化、实验室诊断综合判定为猪繁殖和呼吸综合症并发猪链球菌病。

6 治疗措施

6.1 全群预防投药

用抗生素和抗病毒药进行预防, 在饲料中添加“加康”5g/kg、强力霉素3g/kg、枝原净 (80%) 1.5g/kg混料, 饮水中加黄芪多糖口服液, 连续使用1个月。

6.2 消毒、隔离、扑杀措施到位

采用消毒威、复合醛等不同制剂消毒药交替使用的方法, 带猪消毒, 对场舍周边环境、过道等铺洒生石灰。做好病猪和健康猪的隔离, 对病情严重的猪进行淘汰、扑杀、深埋无害化处理, 消除排毒隐患, 降低饲养密度, 防止疫情扩散。

7 讨论

(1) 目前控制PRRS的主要方法是严格检疫杜绝PRRS感染猪进入易感猪场, 健全生产管理制度, 如在猪场建立全进全出制度, 实施空圈和消毒等措施, 避免该病在猪群传播。

(2) PRRS病阳性场, 平时要注意猪群动态, 定期进行PRRS和猪瘟的ELISA检测, 严格执行猪场免疫程序, 特别是生产母猪的PRRS疫苗应在每胎配种前4头份剂量接种, 保证母猪自身有坚强的免疫力及其所产的仔猪有常规量的母源抗体, 供仔猪获得良好的免疫力。

(3) 在发病早期配合对症治疗, 效果良好。感染PRRS的猪群, 猪只伴有猪巴氏杆菌、猪链球菌、大肠杆菌等继发感染。因此在发病早期及时诊治, 作细菌培养和药敏试验, 针对性用药治疗, 精心饲养管理, 能有效地控制病情和减少死亡。

摘要：猪繁殖与呼吸综合症和链球菌病都是二类动物传染病, 两种病混合感染后造成的危害程度更高, 严重影响着养猪业的发展。本文介绍一起猪繁殖与呼吸综合症并发链球菌病感染的诊治, 意在总结防控经验, 减少疾病带来的损失。

猪呼吸道感染 篇9

1 PRRSV的病原学及流行病学

PRRSV是一种有囊膜的单股正链RNA病毒属于动脉炎病毒科, 动脉炎病毒属。成熟的PRRSV病毒粒子直径约50~72 nm, 其核衣壳直径约20~30 nm, 呈二十面体对称。PRRSV的基因组全长约15 kb, 包括5′端非编码区 (NCR) 、开放阅读框 (ORF) 和3′端非编码区。该病毒对单核巨噬细胞有嗜好性, 尤其是猪肺泡巨噬细胞[9]。PRRSV稳定性较差, 对外界条件有一定的要求, 容易被氯仿等有机溶剂破坏, 且不耐热, 病毒滴度在56℃的条件下处理15~20 min、37℃处理10~24 h以及在20℃条件下放置6天或在4℃放置1个月后将下降10倍;且病毒可在56℃处理45 min、37℃处理48 h后彻底灭活。但在低温下病毒能保持其稳定的感染性, 在-70℃条件下, 病毒感染滴度能保持4个月以上。

根据抗原性和核酸序列差异, 可将PRRSV毒株分为2个不同的地理群 (group) 或基因群 (genotype) :既欧洲基因型和美洲基因型。欧洲型 (EU) 以欧洲原型病毒LV株为代表毒株和美洲型 (NA) 以美洲原型病毒ATCC VR-2332株为代表毒株, 虽然两型病毒引起的临床症状相似, 但抗原性差异较大。其PRRSV毒株基因组核苷酸序列相似性从55%至80%, 具有高度变异性[10]。其中变异最为显著的是NSP2、GP5、GP3蛋白, 分别位于基因的ORF1、ORF5、ORF3。我国主要流行美洲型PRRSV, 2006年高致病性PRRSV开始在我国出现, 2009年就发现了新基因型病毒[11], 变异速度非常快, 所以在不同地域, 不同时期毒株差异性很大。高致病性猪呼吸与繁殖综合征病毒的主要变异在NSP2蛋白序列中的481处存在一个缺失, 以及在533~561处缺失29个氨基酸[12,13]。除了NSP2的变异, 与病毒致病性有关外, GP3蛋白以及GP5蛋白的变异也是在PRRSV发生高度变异的原因[14,15,16]。GP3蛋白与病毒复制、病毒装配和病毒变异有关, GP5蛋白能诱导机体中产生特异性中和抗体并能诱导细胞凋亡[17]。

PRRSV可以感染各个年龄段的猪, 其唯一宿主是猪, 病猪和带毒猪是主要传染源。其传播途径很多, 能够经过带毒母猪感染仔猪, 造成少胎, 弱胎流产等现象[18]。且带毒公猪能够经精液将病毒传给母猪[5,6,7,8], PRRSV不仅能通过带毒猪的攻击进行传播, 鸟类、苍蝇和未消毒的针头也是其重要的传播途径[19,20]。病猪体内PRRSV主要分布在血液、肺部、淋巴及脾脏等组织, 但是存在部位与临床表现并不存在明显相关性[5]。病毒在猪体内的存在时间主要集中在在前几周, 但抗体存在时间较长, 有研究通过接种3周大的仔猪, 在193天的观察期内, 仔猪在接种7天后血液中发现病毒, 50%的猪在接种后56天后血液中的病毒消失, 28天可检测到PRRSV的特异性干扰素IFN-γ, 42天时达到高峰, 在56~193天之间含量在略有下降后保持恒定[17], 因该病毒可通过基因组的缺失和重组等方式发生变异, 产生新的变异毒株, 因此用疫苗免疫并不能达到完全保护的作用。

尽管PRRSV流行地域广, 但各地流行情况存在差异, 阳性率从11.1%至95.4%不等。丹东的PRRSV的血清学检测阳性率在64.0%~95.4%之间[21], 在陕西血清学检测阳性率为50.1%[22], 泉州市在2010~2012年在期间, 从199个规模不同养殖场 (户) 共采集2 166份血清, 共有1 588份阳性血清, 阳性率为75.1%[23]。

分子学方法检测显示山东省潍坊市PRRSV阳性检出率为35.0%~82.0%, 平均阳性率为67.9%[24]。泉州在2010~2012年年间, 采集的138个养殖场 (户) 653份样品来检测PRRSV病原, 阳性数103份, 阳性率为15.8%[23]。2012年至2014年两年间广西区内11个地市, 76个猪场的2 355份病料进行了病原学检测。检测结果显示, 共有324份阳性, 总阳性率为13.8%[25]。也有研究对2006年到2010年间, 来自中国北京、河北、河南、山东、上海、新疆、江苏、安徽、湖北、湖南、江西、贵州、浙江、福建、广东和广西共16个省、自治区、直辖市共1196份临床样品 (包括肺脏、肝脏、肾脏、淋巴结等) 进行了检测, 共检测出阳性247份, 总阳性率为20.7%[26]。从分子流行病学调查显示各地传播的PRRSV易产生变异和分型[27,28,29,30], 来源于不同省市的毒株的遗传关系存在交叉, 病毒分型并没有呈现明显的地域性。从地方的流行情况来看, 猪繁殖与呼吸综合征在我国普遍存在。控制PRRSV的传播应了解病毒特征, 流行病学情况。从传播途径和易感动物等多方面多角度进行预防。

2 PRRSV对公猪精液的影响情况

随着养殖业的发展, 人工授精技术的推广, 病毒经精液传播的风险越来越大。已经证实公猪精液中能够携带PRRSV[6,31,32]。公猪感染后临床主要表现为厌食、嗜睡和性欲减退, 在公猪的感染期内, PRRSV会经配种传播给母猪, 造成流产, 早产, 木乃伊胎, 死胎以及导致断奶前仔猪高死亡率[33,34]。

公猪通常在感染PRRSV后1~10天可检测到病毒, 检出的时间受毒株类型和检测方法的影响。欧洲型毒株在感染的10天内可以连续分离出该病毒, 但第23天后难以从血清中分离出病毒[35]。美洲型毒株在感染7天或11天内可从血清中分离出病毒, 但感染31天后PCR技术还可从血清中检测出病毒。公猪感染后1~2天, 可在精液中检测出病毒, 可持续到感染后92天, 甚至在病毒血症消失之后公猪精液中依然可以检测到病毒[5,6,36]。以上情况表明病毒可在生殖器官中生长繁殖并直接进入精液。有研究报道, 在未发生病毒血症之前, 已从1头感染10天公猪的附睾头部和另1头感染13天公猪的尿道球腺中分离到病毒[35]。同样, 通过对睾丸和附睾间质的巨噬细胞, 精母细胞、精子细胞和生精小管的多核巨细胞进行免疫组化和原位杂交也检测到病毒。由此可推论, PRRSV可能是通过巨噬细胞迁移到生殖器官与组织中, 再经过细胞与细胞之间的接触, 或者通过释放到细胞外环境的方式进入精液[37]。同时也发现, 在输精管结扎的公猪精液中也能检测到PRRSV[38]。这说明PRRSV可能通过巨噬细胞、单核细胞等经血液和淋巴进入生殖道的精液中, 而非通过精子细胞。但现在对于PRRSV如何进入到精液中并没有得到完整统一的答案。

PRRSV能导致精子活力降低, 畸形率增加以及顶体形态发生改变等[39], 这可能是由PRRSV在生精小管上皮复制造成生精细胞受损从而影响精子生成导致的, 因为个体差异显著, 对于精液的体积和精子浓度有没有明显差异问题答案并不统一[40]。对于PRRSV对于精液带毒情况有资料显示在检测四川省7个市的公猪精液和血清中猪场PRRSV抗原阳性率从0到16.7%不等, 其中PRRSV呈阳性的精液共检出7份, 检出率为10.4%, 血清学检测PRRSV抗体阳性率平均为81.5%;有疑似蓝耳病症状出现的猪场的抗体阳性率最低可达59.0%, 最高则为81.2%, 抗体检测结果基本等同于抗原的检测结果[41], 有研究用PCR技术对广西6市12个种猪场的441头 (份) 公猪精液进行检测, 结果表明有75%的猪场的公猪精液存在不同程度的带毒情况, 其中PRRSV带毒阳性率为2.04%。但病毒检测方式的不同, 公猪的个体以及品种之间的差异会影响检测结果[42]。Nathues等[8,43]认为进口精液有传播PRRSV的风险, 因为很多国家和地区都存在PRRSV的流行, 而且一份带毒公猪精液可造成10头母猪受到感染。一旦有携带PRRSV的精液进入, 将对养殖业打击巨大, 因此人工授精技术广泛普及的今天, 公猪精液的病毒检测需要我们的广泛关注。

3 PRRSV荧光定量PCR的检测

PRRSV检测方式有很多种, 主要涉及血清学检测和病原分子生物学检测。其中血清学检测的主要方式有免疫过氧化物酶细胞单层试验 (IPMA) 、间接荧光抗体试验 (IFA) 、血清中和试验 (SN) 、乳胶凝集 (LAT) 以及酶联免疫吸附试验 (ELISA) , 分子生物检测的主要方式是RT-PCR、反转录-环介导等温扩增 (LAMP) 等。二者各有优缺点, 血清学方法检测出来的抗体可能是疫苗注射而引起的, 其中病毒分离方法费时费力且易污染, 其余的检测方法也存在假阳性多、敏感性不足等缺点[44]。从敏感性以及操作简便程度来说, 荧光定量PCR具有明显优势[45], 同时荧光定量PCR技术融合了PCR技术的高灵敏性、DNA杂交的高特异性和光谱技术的高精确定量的特点, 能对核酸模板进行定量检测。

荧光定量PCR检测方法已经能作为一个较为成熟的方法用于PRRSV的检测, 牛伟[46]、陈钟鸣[47]、孟韩冰[48]、周师师[25]等根据GENBANK中登录的猪繁殖与呼吸综合征病毒基因序列设计合成引物, 建立SYBR GreenⅠ实时荧光定量PCR方法, 用该方法检测采集的临床疑似病料, 与常规PCR方法及病毒分离方法对临床样品进行对比检测结果表明其检测灵敏性普遍高于常规PCR, 研究还表明, 在以猪的多种RNA病毒为模板进行SYBR Green荧光定量PCR方法特异性的检验中, 单一扩增病毒的结果验证了方法的良好特异性[41]结果证明此方法特异性强且灵敏度高。同样Eschbaumer[49]等利用36株不同毒株的PRRSV以及非猪源性动脉炎病毒, 对公开发表的43组引物的非探针荧光定量PCR检测方法进行了敏感性、特异性、再现性和重复[50]性的再评价, 证实了理想引物组的检测方法具有与探针法一样的高敏感性, 有很好的种间和亚型间的特异性, 检测数据的再现性和重复性均达到95%以上的概率水平, 说明PRRSV的荧光定量RT-PCR检测方法已逐渐完善和成熟, 除此之外刘灿[51]、王秋泉[52]、刘永飞[53]等用荧光定量PCR技术实现高致病性猪繁殖与呼吸综合征病毒变异株的快速鉴定, 这些实验证明荧光定量PCR能对PRRSV的进行全面的检测对其防控提供方法。

无论是在检测疫苗中病毒含量, 还是检测精液中带毒情况, 荧光定量PCR都可以提供较高敏感性, 特异性良好的检测结果。马志亮[54]等用荧光定量PCR方法检测了猪繁殖与呼吸综合征 (PRRS) 活疫苗中病毒含量, 并用该方法对6个厂家PRRS活疫苗的病毒含量进行测定, 发现不同厂家生产的疫苗中病毒含量最高差异可达47.9倍, 此方法可以对活疫苗的病毒含量测定提供方法, 从而达到理想的免疫效果。王连想[55]、于晓璐[56]、冯迎春[57]等通过荧光定量PCR检测精液中PRRSV的病毒含量, 准确反映猪精液的带毒情况, 可用于挑选种猪及无特定病原精液, 对人工授精和引进精液提供参考。

4 小结

随着我国养猪业的发展和人工授精技术的不断普及, 精液携带并传播PRRSV的问题应予高度关注。本文主要对PRRSV进行病原学, 检测学及其使精液带毒等问题进行阐述。同时介绍在检测PRRSV中具有灵敏度高、特异性强、重复性好、自动化程度高等优点的荧光定量PCR方法。应用现代技术加强公猪PRRSV的监测对控制PRRS的传播具有重要意义。相信随着该病的繁殖机理阐明和检测方法的完善, 我们能够很好的控制和预防PRRS。

参考文献

[1]BUTLER J E, LAGER K M, GOLDE W, et al.Porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) :an immune dysregulatory pandemic[J].IMMUNOL RES.2014, 59 (1-3) :81-108.

[2]DONE S H, PATON D J, WHITE M E.Porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) :a review, with emphasis on pathological, virological and diagnostic aspects[J].Br Vet J.1996, 152 (2) :153-174.

[3]NIEUWENHUIS N, DUINHOF T F, van NES A.Economic analysis of outbreaks of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in nine sow herds[J].VET REC.2012, 170 (9) :225.

[4]LI Y, WANG X, BO K, et al.Emergence of a highly pathogenic porcine reproductive and respiratory syndrome virus in the Mid-Eastern region of China?[J].The Veterinary Journal.2007, 174 (3) :577-584.

[5]CHRISTOPHER-HENNINGS J, HOLLER L D, BENFIELD D A, et al.Detection and duration of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in semen, serum, peripheral blood mononuclear cells, and tissues from Yorkshire, Hampshire, and Landrace boars[J].J VET DIAGN INVEST.2001, 13 (2) :133-142.

[6]CHRISTOPHER-HENNINGS J, NELSON E A, HINES R J, et al.Persistence of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in serum and semen of adult boars[J].J VET DIAGN INVEST.1995, 7 (4) :456-464.

[7]CHRISTOPHER-HENNINGS J, NELSON E A, ALTHOUSE G C, et al.Comparative antiviral and proviral factors in semen and vaccines for preventing viral dissemination from the male reproductive tract and semen[J].Anim Health Res Rev.2008, 9 (1) :59-69.

[8]NATHUES C, PERLER L, BRUHN S, et al.An Outbreak of Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus in Switzerland Following Import of Boar Semen[J].TRANSBOUND EMERG DIS.2016, 63 (2) :251-261.

[9]YUN S, LEE Y.Overview:Replication of porcine reproductive and respiratory syndrome virus[J].J MICROBIOL.2013, 51 (6) :711-723.